Fagartikkel

Borrelia spp. i skogflått samlet fra katter og hunder i Norge

Mye er fremdeles ukjent når det gjelder flåttbåren sykdom hos katt og hund. I senere tid er det sett en økning av flåttbåren sykdom hos mennesker. Helsemyndighetene i 30 europeiske land har anerkjent vektorbårne sykdommer som den største trusselen som klimaendringene kan føre med seg, og Lyme borreliose og skogflåttencefalitt (TBE) fremheves som de to fremste truslene (1). Dette understreker viktigheten av å overvåke skogflåttens utbredelse og populasjonstetthet, samt å overvåke prevalensen av flåttbårne patogener.

Vivian Kjelland

Universitetet i Agder, Fakultet for teknologi og realfag,
Institutt for naturvitenskap, Gimlemoen 25, 4630 Kristiansand
Sørlandet sykehus helseforetak, Forskningsenheten

Paul Stamberg

Randesund dyreklinikk

Åshild K. Andreassen

Folkehelseinstituttet,
Avdeling for virologi

Hanne Kloster

Universitetet i Agder,
Fakultet for teknologi og realfag,
Institutt for naturvitenskap,
Gimlemoen 25, 4630 Kristiansand

Rose Vikse

Folkehelseinstituttet, Avdeling for virologi

Péter A. Csángó

Skansen 7, 4608 Kristiansand

Innledning

Flått er vanlige ektoparasitter, og kan overføre både virus, bakterier og parasitter til sine vertsdyr mens de suger blod (2). Mange dyrearter fungerer også som reservoar for en eller flere mikrober, og kan i sin tur smitte flåtten (3). Sammensetningen av vertsdyr i et område vil derfor ha stor betydning for hvilke patogener flåtten er infisert med. Om flere flått suger blod på samme dyr kan smittestoff også overføres fra flått til flått uten at vertsdyret selv blir infisert (4). Enkelte agens kan også overføres fra hunnflåtten til hennes egg (5). Skogflåtten Ixodes ricinus (Figur 1) er den viktigste vektoren for flåttbåren sykdom hos mennesker og dyr i Europa. Denne flåttarten er en «generalist», det vil si at den suger blod fra et vidt spekter av vertsdyr. I tillegg til katter og hunder som er fokuset for denne studien, kan I. ricinus også suge blod fra andre pattedyr, fugler, amfibier og krypdyr (6) (Figur 2).

Figur 1. Flått gjennomgår utviklingsstadier fra egg til larve, nymfe og voksen. Larven er bare 0,5 mm lang, mens nymfene er cirka 1 mm. Den voksne hannen er 2 mm og svart. Den voksne hunnen er 2-3 mm lang, og er svart på den fremste delen av kroppen mens bakkroppen er brunrød. Når hunnen er fullsugd kan den bli over 1 cm lang, og får en grålig farge. En fullsugd hunflått legger omtrent 1500 egg, og dør kort tid etter. Illustrasjon: Bente Kjelland.

Norge utgjør deler av den nordlige grensen for hvor skogflåtten kan leve, og her finnes flåtten hovedsakelig i kystområdene fra Østfold til Brønnøysund. Nyere studier indikerer at skogflåtten har utvidet sin geografiske utbredelse, slik at den nå finnes både lenger nord og lenger opp i høyden enn tidligere, i tillegg til at flåttbestanden har økt (7-10). Det er flere årsaker til dette, deriblant klima- endringer og gjengroing av kulturlandskap, som begge kan føre til bedre lokale levevilkår for flåtten (6). Det er svært tids- og ressurs- *krevende å undersøke flåttens utbredelses- område og prevalens av ulike patogener på forskjellige steder direkte. Dette arbeidet kan gjøres betydelig enklere ved å benytte vokterdyr (sentinel animals); for eksempel kan man undersøke og/eller overvåke flåttens geografiske utbredelsesområde ved å under- søke forekomsten av flått på kjæledyr, husdyr eller dyr felt under jakt. Flått kan plukkes fra dyr og analyseres for infeksjon, eller seroprevalensen kan undersøkes i dyr for å kunne si noe om tilstedeværelsen av patogener i et gitt område (11).

En velkjent flåttbåren bakteriegruppe er Borrelia burgdorferi sensu lato som er vidt utbredt i flåttbelastede områder i Norge (12-14). Denne gruppen inkluderer de genotypene som kan gi Lyme borreliose (LB), den viktigste humane flåttbårne sykdommen i Europa når det gjelder insidens og oppmerksomhet (15). Allerede i 1996 ble seroprevalens for B. burgdorferi undersøkt hos hunder i Sør-Norge, og 27 % (40/149) av hundene var seropositive (16). I motsetning til hos mennesker er infeksjon med B. burgdorferi sensu lato hos katt og hund ansett som en mild og selvbegrensende infeksjon, da de fleste seropositive dyr ikke viser kliniske tegn på sykdom (17). I 2018 ble det utgitt en oppdatert versjon av ACVIM Small Animal Consensus Statement om borreliose hos hund og katt (17). Jäderlund et al. (18) har utgitt et resyme av artikkelen med kommentarer tilpasset situasjonen i Norge. Her konkluderer de med behov for ytterligere forskning for å bekrefte eller avkrefte borreliose hos hunder og katter som følge av infeksjon med andre genotyper enn B. burgdorferi sensu stricto, som er den vanligst forekommende genotypen i USA hvor flere studier er utført.

Nylig ble B. miyamotoi, den eneste flåttbårne bakterien i gruppen tilbakefallsfeber (relapsing fever) Borrelia, og Rickettsia helvetica, en bakterie i gruppen flekkfeber (spotted fever group) Rickettsiae, påvist i skogflått i Norge. Andel infiserte flått varierte noe fra sted til sted, men det ble funnet en lav prevalens av begge patogener i infisert flått; < 2 % var infisert med B. miyamotoi og ≤ 5 % var infisert med R. helvetica (19-21). Til tross for at både B. miyamotoi og R. helvetica er påvist i skogflått i Norge, er det så langt ikke registrert sykdomstilfeller verken hos mennesker eller dyr. Det er ukjent hvorvidt fravær av sykdomstilfeller i Norge skyldes manglende diagnostikk eller rapportering av tilfeller, eller tilstedeværelsen av mindre patogene subtyper av bakteriene. Den kliniske betydningen av disse bakteriene for katter og hunder er også ukjent.

I tillegg til å gi informasjon om hvor i landet det er risiko for flåttbitt, kan analyser av flått som er samlet inn fra hunder og katter også gi informasjon om eventuelle patogener i dyrenes nærområde. Målet for denne studien var å undersøke prevalens og genotyper av den vanlig forekommende B. burgdorferi sensu lato, samt forekomst av de mer sjeldne B. miyamotoi og R. helvetica, i flått plukket fra katt og hund i Norge.

Figur 2. Bildet er tatt i Søgne i Agder, og viser en flått som suger blod fra en firfirsle. Foto: Tone Kamilla Pedersen.

Materiale og metoder

Innsamling av prøvemateriale

Fastbitte flått ble plukket av katter og hunder i forbindelse med andre undersøkelser ved Randesund dyreklinikk i Kristiansand, lagt i 80 % etanol og oppbevart i romtemperatur til analyser ble utført. I tillegg ble flått plukket fra katter og hunder eid av medlemmer i interesseorganisasjonen Norsk Lyme Borreliose-Forening (NLBF). Informasjon om studien og invitasjon til deltagelse ble gitt i medlemsbrev distribuert ved e-post. De medlemmene som ønsket å delta responderte på e-post, og ble deretter oppringt av en representant for NLBF og informert om at flått skulle legges i prøveglass og sendes med post til Randesund dyreklinikk. Ved ankomst på klinikken ble flåtten lagt i etanol og oppbevart som beskrevet ovenfor. For hver respondent ble følgende informasjon registret: postkode til hjemsted, antall flått, katt eller hund.

Tabell 1. Skogflått plukket fra katter og hunder fra syv fylker i Norge ble inkludert i undersøkelsen. Fastbitte flått ble samlet inn ved én dyreklinikk og ved hjelp av medlemmer i Norsk Lyme Borreliose-Forening (NLBF).

Antall flått samlet

Fylker

fra katter

fra hunder

Randesund Dyreklinikk (Agder):

64

109

Dyreeiere i:

Agder

7

6

Møre og Romsdal

29

1

Nordland

82

28

Rogaland

15

0

Vestfold og Telemark

0

14

Vestland

0

11

Viken

97

69

Totalt

294

238

DNA ekstraksjon

Innsamlet flått (n=532) ble homogenisert individuelt på en MP BIO Fast Prep 24-rotor homogenisator ved 4 m/s i 20 sekunder i kald PBS i matrix S rør med seks metallkuler (3,18 mm diameter, fra MP BIOmedical, California, USA). Etter sentrifugering (21.000 x g, 5 min) ble supernatanten lagret ved -80°C inntil DNA-ekstraksjon.

DNA ble ekstrahert manuelt ved bruk av Qiagen DNeasy Blood & Tissue Kit (Qiagen, Hilden, Tyskland). Ekstraheringen ble utført i henhold til instruksjonen fra produsenten, med følgende endringer: prøvene ble inkubert over natten med proteinase K, og DNA ble ekstrahert fra kolonnene i 50 µL forvarmet elueringsbuffer etter 5 minutter inkubasjon. DNA ble lagret ved -20°C inntil videre analyser.

Artsbestemmelse av flått

For å artsbestemme flått ble DNA analysert molekylært med en standard PCR-metode med artsspesifikke primere (22).

Deteksjon av flåttbårne patogener

Deteksjon og artsbestemmelse av Borrelia burgdorferi sensu lato og B. miyamotoi ble utført som tidligere beskrevet (12, 19).

Påvisning av Rickettsia helvetica ble utført ved real-time PCR med primere og probe spesifikk for et område av gltA genet (Rh forward primer: 5’-CCGTTTAGGTTAATAGGCTTCGG; Rh reverse primer: 5’-CCGAGTTCCTTTAATACTTCCTA-CA; Rh probe: 5’-6-FAM-CGATCCACGTGCCGCAGTACT-MGBNFQ). Real-time PCR ble utført på StepOnePlus Real Time PCR System (Applied Biosystems Inc. (ABI), California, USA). PCR reaksjonen inneholdt 10 µL TaqMan© Environmental DNA Master Mix 2.0 (ABI), 800 nM av hver Rh primer (ABI), 800 nM Rh probe (ABI), 5 µL templat DNA og ddH2O til totalt reaksjonsvolum på 20 µL. PCR-programmet var som følger: 40°C i 2 min og 95°C i 10 min, etterfulgt av 47 sykluser av 95°C i 15 s, 56°C i 30 s og 72°C i 20 s. Et syntetisk plasmid som inneholdt gltA sekvensen (GenBank accession number KU310588; gltA genet er 1308 bp, og real-time PCR-målsekvensen på 101 bp er ved nukleotidnummer 907-1007) ble klonet inn i vektoren pUC57. Plasmidet ble konstruert i henhold til våre spesifikasjoner og produsert av GenScript (New Jersey, USA), og benyttet som positiv kontroll. Positiv og negativ kontroll ble inkludert i hvert PCR-oppsett.

Tabell 2. Borrelia spp. påvist i Ixodes ricinus plukket fra katter og hunder. Rickettsia helvetica ble ikke påvist i noen av prøvene.

Borrelia spp.

n/N (%)

Borrelia-genotyper n (%)

Ba

Bg

Bb

Bv

Bs

Bm

Flått fra katter

49/294 (16,7)

39 (79,6)

1 (2,0)

2 (4,1)

3 (6,1)

3 (6,1)

1 (2,0)

Flått fra hunder

38/238 (16,0)

24 (63,2)

4 (10,5)

1 (2,6)

4 (10,5)

2 (5,3)

3 (7,9)

Totalt

87/532 (16,4)

63 (72,4)

5 (5,8)

3 (3,5)

7 (8,0)

5 (5,8)

4 (4,6)

n = antall positive flått; N = totalt antall analyserte flått; % = prevalens;

Ba = Borrelia afzelii; Bg = B. garinii; Bb = B. burgdorferisensu stricto; Bv = B. valaisiana; Bs = B. spielmanii; Bm = B. miyamotoi.

Resultater

Flåttinnsamling

I perioden mars-juni 2016 ble det samlet inn 173 flått (64 fra katter og 109 fra hunder) på Randesund dyreklinikk, Kristiansand. I perioden mars-oktober 2016 sendte 20 medlemmer i pasientforeningen NLBF bosatt i syv ulike fylker inn 359 flått (230 flått fra katter og 129 fra hunder) (Tabell 1). Alle flått tilhørte arten Ixodes ricinus.

Prevalens av flåttbårne patogener

Borrelia spp. ble påvist i 87/532 (16,4 %) flått samlet fra katter og hunder (Tabell 2). Det var ingen forskjell i prevalens basert på hvilken dyreart (hund eller katt) flåtten ble plukket fra. Prevalens i ulike fylker varierte derimot fra 10,6 % til 27,3 % (Tabell 3). Den vanligste genotypen var B. afzelii (63/87, 72,4 %), etterfulgt av B. valaisiana (7/87, 8,0 %), B. garinii (5/87, 5,7 %), B. burgdorferisensu stricto (4/87, 4,6 %) og B. spielmanii (4/87, 4,6 %). B. miyamotoi ble påvist i 4/87 (4,6 %) flått, mens R. helvetica ikke ble påvist i noen av prøvene. Det ble heller ikke påvist koinfeksjon med flere varianter av Borrelia spp. i noen flått.

Tabell 3. Prevalens og genotyper av Borrelia spp. i flått plukket fra katter og hunder i syv fylker i Norge.

Fylke

Borrelia spp.

Borrelia-genotyper (n)

% (n/N)

Ba

Bg

Bb

Bv

Bs

Bm

Agder

10,6 (20/186)

10

1

1

2

3

3

Møre og Romsdal

23,3 (7/30)

6

1

Nordland

22,7 (25/110)

23

1

1

Rogaland

26,7 (4/15)

4

Vestfold og Telemark

14,3 (2/14)

1

1

Vestland

27,3 (3/11)

2

1

Viken

15,7 (26/166)

18

3

2

3

Totalt

16,4 (87/532)

63

5

3

7

5

4

n = antall positive flått; N = totalt antall analyserte flått; % = prevalens;

Ba = Borrelia afzelii; Bg = B. garinii; Bb = B. burgdorferisensu stricto;

Bv = B. valaisiana; Bs = B. spielmanii; Bm = B. miyamotoi.

Diskusjon

I denne studien ble 532 fastbitte flått plukket fra katter og hunder fra syv fylker i Norge; Agder (n=186), Møre og Romsdal (n=30), Nordland (n=110), Rogaland (n=15), Vestfold og Telemark (n=14), Vestland (n=11) og Viken (n=166). 173/186 flått fra Agder ble innsamlet på Randesund dyreklinikk i Kristiansand, mens de øvrige (359/532) ble samlet inn av medlemmer i Norsk Lyme Borreliose-Forening (NLBF). Det er lite sannsynlig at antallet flått innsendt fra ulike fylker reflekterer flåttmengden i de ulike fylkene (9, 10, 23). Det kan være at i områder med høy flåttbelastning er man så «vant til» at dyrene får flått på seg at dette ikke tillegges stor oppmerksomhet, eventuelt at dyrene i større grad behandles med flåttmiddel og derved får færre flåttbitt.

Innsamlede flått ble analysert for B. burgdorferi sensu lato, B. miyamotoi og R. helvetica. En relativt høy andel flått (16,4 %) var som ventet smittet med B. burgdorferi sensu lato. I vertssøkende flått innsamlet fra vegetasjonen varierer prevalensen av infeksjon fra sted til sted, men i gjennomsnitt finnes bakterien i omtrent 25 % av flått (12-14). Den noe lavere prevalensen i flått plukket fra katter og hunder kan indikere at disse dyrene ikke fungerer som reservoar for bakteriene. I 5,8 % av de infiserte flått ble genotypen B. spielmanii påvist. Denne varianten ble nylig påvist for første gang i Norge (20). I vår studie ble bakterien detektert både i Agder, Vestfold og Telemark og i Nordland, noe som indikerer at genotypen er vidt utbredt i Norge. Det er så vidt vi vet ikke rapportert sykdom hos katt eller hund etter infeksjon med denne genotypen, men B. spielmanii er tidligere påvist i erythema migrans hos mennesker og antas å kunne gi human borreliose (24).

B. miyamotoi ble påvist i 4,6 % av flått innsamlet i Agder og i Vestfold og Telemark. Dette er noe høyere enn hva som er påvist i vertssøkende flått tidligere (< 2 %) (19, 20). Årsaken til dette kan være tilfeldig, men en studie fra USA har tidligere indikert at katter kan fungere som reservoar for B. miyamotoi (25). Forfatterne vektla imidlertid at ytterligere undersøkelser var nødvendige for å bekrefte eller avkrefte dette. På den annen side ble ikke R. helvetica påvist i noen av de innsamlede flått, noe som sannsynligvis skyldes at prevalensen av denne bakterien er lav i vertssøkende flått i Norge (≤ 5 %) (20, 21).

Hunder og katter kan være viktige vertsdyr for flåtten og bidra til å holde flåttbestanden oppe også i områder med mangel på andre store vertsdyr (26). Denne studien viser at hunder og katter i stor grad kan bidra til sirkulasjonen av flått og patogener, og også ta disse med seg hjem. Fastbitt flått blir på dyret til den er fullsugd, mens eventuelle flått i pelsen kan krype over til kjæledyrets eier. Det vil dermed være en risiko for flåttbitt også for personer som ikke oppsøker skog og mark. I tillegg til at den fysiske nærheten mellom hund/katt og eier kan utgjøre en risiko for eieren, har vi ansvar for helsen til våre husdyr, og studien demonstrerer viktigheten av å beskytte husdyr mot flåttbitt. Prevalensen av patogener i de innsamlede flått viser at katter og hunder i høy grad er utsatt for infeksjon med Borrelia spp., ikke bare i Sør-Norge men også i områder av landet med lavere flåttbestand.

Sammendrag

Flåttbårne infeksjoner kan forårsake sykdom i mennesker så vel som i deres husdyr. For å undersøke prevalensen av bakteriene Borrelia burgdorferi sensu lato, B. miyamotoi og Rickettsia helvetica, ble det gjennomført en undersøkelse av skogflått (Ixodes ricinus) som ble fjernet fra katter og hunder på én dyreklinikk og av dyreeiere. Totalt ble 532 flått innsamlet og smitte ble påvist i 16,4 % (87/532) av disse. Katter og hunder er utsatt for flåttbitt og derved for flåttbårne infeksjoner. Tiltak for å unngå bitt, samt rask fjerning av både fastbitte flått samt flått i pelsen er viktig, og bør utføres også for å beskytte menneskene som hunden og katten bor sammen med.

Engelsk tittel: Pathogens in ticks collected from cats and dogs in Norway

Summary

Tick-borne infections are known to cause diseases in humans as well as in their companion animals. To determine the prevalence of Borrelia burgdorferi sensu lato, B. miyamotoi and Rickettsia helvetica, a survey of Ixodes ricinus ticks removed from cats and dogs at a veterinary practice and by cat and dog owners was conducted. A total of 532 ticks were submitted, and infection was detected in 16.4 % (87/532). Companion animals are at risk of tick infestation and infection with tick-borne pathogens and routine tick controls are important.

Etterskrift

Vi setter stor pris på innsatsen til medlemmene av Norsk Lyme Borreliose-Forening (NLBF) for innsamling av flått, og til foreningens styreleder Tone Synnestvedt for organisering av denne innsamlingen. Vi retter også en stor takk til Alaka Lamsal, Ruchika Shakya, Naomi Målbakken, Philip Neset og Sofie Jaastad, som har utført ulike deler av laboratoriearbeidet.

Denne studien ble delvis finansiert av Interreg IV A Öresund-Kattegat-Skagerrak (ScandTick-prosjektet, tildelingsnummer 167226) og av Interreg V Öresund-Kattegat-Skagerrak (ScandTick Innovation-prosjektet, tildelingsnummer 20200422). Finansieringskilde hadde ingen rolle i studiedesign, datainnsamling, analyser, avgjørelsen om å publisere resultatene, eller på innholdet i manuskriptet. Kjemikalier til homogenisering av flått ble delvis finansiert av NLBF, som også har vært viktige bidragsytere til prøveinnsamlingen i studien.

Referanser

  1. Randolph SE. Tick-borne disease systems emerge from the shadows: the beauty lies in molecular detail, the message in epidemiology. Parasitology 2009;136:1403-13.

  2. Boulanger N, Boyer P, Talagrand-Reboul E, Hansmann Y. Ticks and tick-borne diseases. Med Mal Infect 2019;49:87-97.

  3. Kurtenbach K, De Michelis S, Etti S, Schäfer SM, Sewell HS, Brade V et al. Host association of Borrelia burgdorferi sensu lato: the key role of host complement. Trends Microbiol 2002;10:74-9.

  4. Randolph SE, Gern L, Nuttall PA. Co-feeding ticks: epidemiological significance for tick-borne pathogen transmission. Parasitol Today 1996;12:472-9.

  5. Hauck D, Jordan D, Springer A, Schunack B, Pachnicke S, Fingerle V et al. Transovarial transmission of Borrelia spp., Rickettsia spp. and Anaplasma phagocytophilum in Ixodes ricinus under field conditions extrapolated from DNA detection in questing larvae. Parasit Vectors 2020;13:176.

  6. Medlock JM, Hansford KM, Bormane A, Derdakova M, Estrada-Peña A, George JC et al. Driving forces for changes in geographical distribution of Ixodes ricinus ticks in Europe. Parasit Vectors 2013;6:1.

  7. Hvidsten D, Stordal F, Lager M, Rognerud B, Kristiansen BE, Matussek A et al. Borrelia burgdorferi sensu lato-infected Ixodes ricinus collected from vegetation near the Arctic Circle. Ticks Tick Borne Dis 2015;6:768-73.

  8. Mehl R. The distribution and host relations of Norwegian ticks (Acari, Ixodides). Fauna Norv Ser B 1983;30:46-51.

  9. Soleng A, Edgar KS, Paulsen KM, Pedersen BN, Okbaldet YB, Skjetne IEB et al. Distribution of Ixodes ricinus ticks and prevalence of tick-borne encephalitis virus among questing ticks in the Arctic Circle region of northern Norway. Ticks Tick Borne Dis 2018;9:97-103.

  10. Jore S, Viljugrein H, Hofshagen M, Brun-Hansen H, Kristoffersen AB, Nygård K et al. Multi-source analysis reveals latitudinal and altitudinal shifts in range of Ixodes ricinus at its northern distribution limit. Parasit Vectors 2011;4:84.

  11. Csángó PA, Blakstad E, Kirtz GC, Pedersen JE, Czettel B. Tick-borne encephalitis in southern Norway. Emerg Infect Dis 2004;10:533-4.

  12. Kjelland V, Stuen S, Skarpaas T, Slettan A. Prevalence and genotypes of Borrelia burgdorferi sensu latoinfection in Ixodes ricinus ticks in southern Norway. Scand J Infect Dis 2010;42:579-85.

  13. Soleng A, Kjelland V. Borrelia burgdorferi sensu latoand Anaplasma phagocytophilum in Ixodes ricinus ticks in Brønnoysund in northern Norway. Ticks Tick Borne Dis 2013;4:218-21.

  14. Kjelland V, Paulsen KM, Rollum R, Jenkins A, Stuen S, Soleng A et al. Tick-borne encephalitis virus, Borrelia burgdorferi sensu lato, Borrelia miyamotoi, Anaplasma phagocytophilum and Candidatus Neoehrlichia mikurensis in Ixodes ricinus ticks collected from recreational islands in southern Norway. Ticks Tick Borne Dis 2018;9:1098-102.

  15. Franke J, Hildebrandt A, Dorn W. Exploring gaps in our knowledge on Lyme borreliosis spirochaetes: updates on complex heterogeneity, ecology, and pathogenicity. Ticks Tick Borne Dis 2013;4:11-25.

  16. Csángó PA, Stamberg P. Antibodies to Borrelia burgdorferi in dogs in Agder counties of Southern Norway. Canine Pract 1996;21(5):27-8.

  17. Littman MP, Gerber B, Goldstein RE, Labato MA, Lappin MR, Moore GE. ACVIM consensus update on Lyme borreliosis in dogs and cats. J Vet Intern Med 2018;32:887-903.

  18. Jäderlund KH, Lund HS, Haaland AH. Aktuelt om borreliose hos hund og katt. Nor Vet Tidsskr 2020;132:32-6.

  19. Kjelland V, Rollum R, Korslund L, Slettan A, Tveitnes D. Borrelia miyamotoi is widespread in Ixodes ricinus ticks in southern Norway. Ticks Tick Borne Dis 2015;6:516-21.

  20. Kjær LJ, Klitgaard K, Soleng A, Edgar KS, Lindstedt HEH, Paulsen KM et al. Spatial patterns of pathogen prevalence in questing Ixodes ricinus nymphs in southern Scandinavia, 2016. Sci Rep 2020;10:19376.

  21. Quarsten H, Skarpaas T, Fajs L, Noraas S, Kjelland V. Tick-borne bacteria in Ixodes ricinus collected in southern Norway evaluated by a commercial kit and established real-time PCR protocols. Ticks Tick Borne Dis 2015;6:538-44.

  22. Värv K, Ivanova A, Geller J, Remm J, Jaik K, Tikunova N et al. Identification of I. ricinus, I. persulcatus and I. trianguliceps species by multiplex PCR. Ticks Tick Borne Dis 2017;8:235-40.

  23. Kjær LJ, Soleng A, Edgar KS, Lindstedt HEH, Paulsen KM, Andreassen ÅK et al. Predicting the spatial abundance of Ixodes ricinus ticks in southern Scandinavia using environmental and climatic data. Sci Rep 2019;9:18144.

  24. Maraspin V, Ruzic-Sabljic E, Strle F. Lyme borreliosis and Borrelia spielmanii. Emerg Infect Dis 2006;12:1177.

  25. Shannon AB, Rucinsky R, Gaff HD, Brinkerhoff RJ. Borrelia miyamotoi,other vector-borne agents in cat blood and ticks in Eastern Maryland. Ecohealth 2017;14:816-20.

  26. Król N, Kiewra D, Szymanowski M, Lonc E. The role of domestic dogs and cats in the zoonotic cycles of ticks and pathogens. Preliminary studies in the Wrocław Agglomeration (SW Poland). Vet Parasitol 2015;214:208-12.